Glutamát sodný indukuje změny jaterních a renálních metabolických profilů a střevního mikrobiomu potkanů ​​Wistar

edmund.chen@wecistanche.com

Abstraktní:Krátkodobá a dlouhodobá konzumace glutamátu sodného (MSG) zvyšuje pH moči, ale má vliv na metabolické dráhy v játrech, ledvina a střevní mikrobiota zůstávají neznámé. Abychom tento problém vyřešili, zkoumali jsme dospělé samce potkanů ​​Wistar přidělené k příjmu pitné vody s nebo bez 1 g procenta MSG po dobu 2 týdnů (n=10, každý). Provedli jsme metabolomickou studii jejuna na bázi nukleární magnetické rezonance (NMR),játra, aledviny, zatímco vzorky stolice byly odebrány pro extrakci bakteriální DNA, aby se prozkoumala střevní mikroflóra pomocí sekvenování genu 16S rRNA. Pozorovali jsme významné změny vjátrau krys ošetřených MSG ve srovnání s kontrolami v hladinách glukózy, pyridoxinu, leucinu, isoleucinu, valinu, alaninu, kynurenátu a nikotinamidu. Meziledvinametabolitů, hladina trimethylaminu (TMA) byla zvýšena a pyridoxin snížen po léčbě MSG. Sekvenování genu 16S rRNA odhalilo, že krysy ošetřené MSG měly zvýšené Firmicutes, střevní bakterie spojené s metabolismem TMA, spolu se sníženým počtem druhů Bififidobacterium. Naše data podporují dopad spotřeby MSG najátraaledvinametabolismus. Na základě změn střevního mikrobiomu se domníváme, že TMA a jeho metabolity, jako je trimethylamin-N-oxid (TMAO), mohou být mediátory účinků MSG nazdraví ledvin.

klíčová slova:glutaman sodný; střevní mikroflóra; metabolická dráha; metabolomika; mikrobiom; trimethylamin; ledviny; Játra

ÚvodGlutamát sodný (MSG) se běžně přidává do potravin pro zvýšení chutnosti, zejména v asijské kuchyni a průmyslově zpracovaných potravinách [1]. MSG je považován za bezpečnou složku pro lidskou spotřebu bez ohledu na množství podle Food and Drug Administration (FDA) [2] navzdory nedávným údajům, které ukazují, že průměrný denní příjem MSG je 3–4 g a že každý další gram MSG zvyšuje riziko. rozvoje metabolického syndromu [3]. Zvýšené množství MSG v potravě je spojeno s nadváhou [4,5] a hypertenzí [6], ale výsledky jsou rozporuplné [7,8].

Byly učiněny pokusy odhalit účinky MSG na metabolické orgány zvířat buď parenterálním [9,10] nebo perorálním příjmem [11,12]. V jednom z takových pokusů zkoumat účinky MSG u potkanůledvinyVýsledky ukázaly, že jak krátkodobá [13], tak dlouhodobá [11] konzumace MSG způsobila alkalickou moč u potkanů, ačkoli mechanismus alkalizace moči nebyl stanoven. Metabolomika je běžně používaný přístup k definování změn v metabolitech z různých podmínek [14,15]. Krátkodobá konzumace MSG způsobila specifické změny v močových metabolitech včetně dimethylaminu (DMA) a methylaminu (MA), což jsou střevní metabolity trimethylaminu (TMA). TMA je těkavý alifatický amin s krátkým řetězcem, který poskytuje charakteristický rybí zápach. Ve skutečnosti střevní bakterie produkují TMA z ryb ve stravě nebo může být generován z jiných živin, včetně cholinu a karnitinu, které jsou hojné ve vejcích a červeném mase [16]. Hlavní část TMA je enzymaticky přeměněna na trimethylamin-N-oxid bez zápachu (TMAO) a vysoké plazmatické hladiny TMAO jsou spojeny s kardiovaskulárním onemocněním (CVD) [17], chronickýmnemoc ledvin(CKD) [18] a diabetes [19].

Zde jsme využili metabolomických nástrojů ke zkoumání účinků krátkodobé spotřeby MSG na metabolom plazmy,játra,ledvinaa střeva a analyzovali korelaci mezi metabolomickými výsledky a změnami střevní mikroflóry. Naše data mohou poskytnout nové mechanické poznatky o účincích MSG ve stravě a zároveň prokázat biomarkery poškození orgánů vyvolaného MSG.

Materiály a metody

ZvířataDvacet 6-týdenních samců potkanů ​​Wistar (hmotnost přibližně 200 g) bylo získáno z National Laboratory Animal Center (Mahidol University, Salaya, Bangkok, Thajsko), aklimatizováno v individuálních metabolických klecích z nerezové oceli po dobu 2 týdnů a poté se udržuje za standardních podmínek teploty (23 ± 2 ◦C), vlhkosti (30–60 procent) a jasu (350–400 Lux) cyklu 12 hodin tma/12 hodin světla. Krysám byla během studie poskytnuta komerční peletová dieta č. CP 082 (Perfect Companion Group, Bangkok, Thajsko). Všechny experimenty byly provedeny podle pokynů Northeast Laboratory Animal Center (NELAC), Khon Kaen University, Thajsko. Kromě toho byla studie schválena Výborem pro etiku zvířat Univerzity Khon Kaen v Thajsku (AEKKU-NELAC5/2558).

ReagencieKe krmení zvířat byl použit čistý potravinářský (99 procent) MSG (Ajinomoto, Tokio, Japonsko). Komerční methanol a chloroform byly zakoupeny od RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thajsko) pro extrakci tkáně, voda kvality LC-MS byla zakoupena od společnosti Merck (Darmstadt, Německo), dihydrogenfosforečnan draselný (KH2PO4) a oxid deuterium (D2O) byly zakoupeny od společnosti Merck (Darmstadt, Švýcarsko), azid sodný (NaN3) byl vyroben Evropskou agenturou pro chemické látky (ECHA, Helsinki, Finsko), trimethylsilyl-[2,2,3,3-2H4]-propionát sodný (TSP) , vnitřní standard pro NMR analýzu, byl získán od Santa Cruz Biotechnology (Santa Cruz CA, USA). Pro hmotnostní spektrometrii byly komerční isopropanol (C3H80) a kyselina mravenčí (CH202) zakoupeny od RCI LABSCAN LIMITED (Bangkok, Thajsko).

Experimentální designPotkani byli náhodně rozděleni tak, aby dostávali pitnou vodu buď s (n=10) nebo bez (n=10) 1 g procenta MSG po dobu 2 týdnů. Pro studii na zvířatech byla použita voda s reverzní osmózou (RO) (koncentrace chloru 3–4 ppm), když všechny krysy měly volný přístup k potravě. Byl zaznamenáván denní příjem vody (ml) a potravy (g), stejně jako týdenní tělesná hmotnost (g). Během období studie bylo zaznamenáváno 24 urinárních vylučování (ml/krysa/den). Vzorky trusu a krve z ocasu (100 ul plazmy) byly odebrány 2 týdny před usmrcením zvířat pomocí oxidu uhličitého (CO2) po 12-hodinovém hladovění. Vzorky tkání, tj. jejuna,játraaledvina,byly shromážděny a bleskově zmraženy v kapalném dusíku před uskladněním při t80 ◦C až do použití pro analýzu.

Příprava a analýza vzorkůKaždá tkáň (100 mg vlhké hmoty) byla použita pro extrakci metabolitů podle dříve publikovaných protokolů [20]. Před získáním NMR byla polární fáze tkáňových extraktů resuspendována v NMR pufru o objemu 580 ul (100 mM pufr fosforečnanu sodného, ​​pH 7,4, v D20, obsahující 0,1 mM TSP a 0,2 procenta NaN3), krátce protřepán a odstředěn při 12,000× g po dobu 5 minut při 4 ◦C. Následně bylo 550 ul směsi přeneseno do NMR skleněné zkumavky (Duran Group, Mainz, Německo) s vnějším průměrem 5 mm před NMR analýzou. Přibližně 250 mg fekálií bylo smícháno s 500 ul vody čistoty pro HPLC (Merck, Darmstadt, Německo) a homogenizováno za použití vortexového mixéru s rychlostí 2500 ot./min po dobu 15 minut při teplotě místnosti. Fekální suspenze byla poté centrifugována při 12,000×g po dobu 15 minut při teplotě 4 °C a 540 ul supernatantu bylo přeneseno do čistých 1,5 ml mikrozkumavek a 60 ul NMR pufru (1,5 M KH2PO4 pufr, pH 7,4 v D20, obsahující 2 mM TSP a 1 procento NaN3). Dále byly zkumavky krátce vortexovány, centrifugovány při 12,000xg po dobu 10 minut a nakonec bylo 580 ul směsi přeneseno do NMR skleněné zkumavky o vnějším průměru 5 mm pro analýzu.

Tkáňové extrakty a vzorky stolice byly analyzovány pomocí 400 MHz NMR spektrometru (Bruker Biospin, Rheinstetten, USA) při teplotě 298,15 K. Spektra byla vztažena na vrchol TSP (δ1H { {14}}.00), fázové a základní korigované pomocí MATLABu (Mathworks, Natrick, MA USA). Byl odstraněn signál vrcholu TSP (δ1H H1.000–0,005) ze všech tkání a vrcholu TSP (δ1H H1,20–0,157) ze stolice. Kromě toho byl z jejuna odstraněn pík vody (δ1H 4,50 a 5,20),játra(δ1H 4,68 a 5.00),ledvina(51H 4,31 a 5,74) a stolice (51H 4,18 a 5,23). Surová spektra byla navíc podrobena zarovnání píku a normalizaci [21]. Spektrální data všech vzorků byla analyzována pomocí nekontrolované analýzy hlavních komponent (PCA) a kontrolované ortogonální korekce signálu-projekce na latentní struktury-diskriminační analýzu (O-PLS-DA). Data byla centrována na průměr a škálována s odchylkou jednotek (UV). Modely O-PLS-DA jsou hodnoceny hodnotami R2X, R2Y a Q2Y, které představují fiktivnost, zlomek rozptylů matice Y a prognostickou schopnost modelu [22]. Aby se předešlo nadměrnému přizpůsobení, 7-bylo provedeno křížové ověření záhybů pro 500 opakování. Permutační p-hodnota byla použita k označení platnosti modelu. Významné proměnné každého platného modelu byly vybrány pomocí korelačních koeficientů O-PLS-DA s korekcí míry falešných objevů Benjamini-Hochberga (p < 0,05).="" pro="" identifikaci="" metabolitů="" byla="" použita="" statistická="" totální="" korelační="" spektroskopie="" (stocsy)="" [23],="" vlastní="" databáze="" chemických="" posunů="" a="" databáze="" lidských="" metabolomů="" (hmdb="" verze="" 4,="" usa)="">

Analýza obohacení dráhy byla také provedena pomocí MetaboAnalyst (http://www. metaboanalyst.ca/ (přístup 14. července 2020)) [25]. Ilustraci metabolické dráhy vytvořil Cytoscape [26]. Změny v metabolitech byly identifikovány pomocí STOCSY a byla provedena jednorozměrná analýza zkoumáním relativní koncentrace významně odlišných metabolitů, výpočtem integrace spektrálních vrcholů. Podle p-hodnoty vypočítané Studentovým t-testem za použití GraphPad Prism 7 (Ver. 7, GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA, USA).

Příprava vzorku plazmy pro analýzu UHPLC-ESI-QTOF-MSPlazma (50 ul) byla smíchána se 150 ul isopropanolu (IPA), následovala 24-h inkubace při 20 °C, aby se vysrážel protein. Všechny vzorky byly dvakrát centrifugovány při 13,000× gat 4 ◦C po dobu 10 minut. Z každého vzorku bylo odebráno celkem 50 ul a shromážděno v 1,5ml mikrocentrifugační zkumavce pro konstrukci vzorku kontroly kvality (QC) a 120 ul každé směsi vzorků bylo přeneseno do HPLC skleněné vložky.

Analýza UHPLC-ESI-QTOF-MSUHPLC-ESI-QTOF-MS analýza byla použita v Khon Kaen University International Phenome Laboratory (KKUIPL). Extrakty vodné fáze vzorků byly analyzovány na platformě s reverzní fází. Separační část byla provedena pomocí systému UHPLC (Bruker, Darmstadt, Německo), kdy byla použita Brukerova intenzita solo HPLC C18 2.1 × 100 mm, 2 µm kolona (Bruker, Darmstadt, Německo). Teplota kolony byla nastavena na 55 ◦C a teplota autosampleru byla nastavena na 4 ◦C. Mobilní fáze A byla 10{{20}} procenta vody čistoty pro HPLC s 0,1 procenta kyseliny mravenčí (FA) a mobilní fáze B byla 10 {{30}} procent metanolu s 0,1 procenta FA. Průtok byl nastaven na 0,4 ml/min a eluční gradient byl nastaven na – 99,9 procenta A (0.{{40}}–2.{{46) }} min, 0,25 ml/min), 99,9–75 procent A (2.0–10.0 min, 0. 4 ml/min), 2{{60}}} procenta A (10,0–12,0 min, 0,4 ml/min), 10 procent A (12,0–21,0 min, 0,4 ml/ min), 0,1 procenta A (21,0–23,0 min, 0,4 ml/min), 99,9 procenta A (24,0–26,0 min, 0,4 ml/min). Objem nástřiku vzorku 4 ul byl aplikován pro pozitivní i negativní ionizační módy polarity.

Hmotnostní spektrometrie byly provedeny pomocí kompaktního systému ESI-Q-TOF (Bruker, Darmstadt, Německo). Formiát sodný (HCOONa) obsahující 2 mM hydroxid sodný, 0,1 procenta FA a 50 procent IPA byl přímo injikován jako externí kalibrant s průtokem 0,5 µl/min. Podmínka v režimu kladné ionizační polarity — hmotnostní rozsah 50–1300 m/z, napětí na kuželu 31 V, napětí kapiláry 4500 V, teplota zdroje 220 ◦C, teplota desolvace 220 ◦C, průtok desolvatačního plynu 8 l/min. Podmínky režimu záporné ionizační polarity — rozsah m/z: 50–900 m/z, napětí na kuželu 31 V, napětí kapiláry 4500 V, teplota zdroje 220 ◦C, teplota desolvace 220 ◦C, průtok desolvačního plynu 8 l/min.

Analýza střevního mikrobiomuDNA byla extrahována pomocí soupravy QiAamp® PowerFecal® Pro DNA (Qiagen, Hilden, Německo). Extrahovaná DNA byla měřena při OD 260/280 pomocí spektrofotometru Nanodrop2000c (Thermo scientific, Waltham, MA, USA). Veškerá extrahovaná DNA byla až do analýz uchována při t20 ◦C. Oblast V3-V4 genu 16S ribozomální RNA (rRNA) pro každý vzorek byla amplifikována pomocí univerzálního dopředného primeru V3 (50-CCTACGGGNGG CWGCAG-30) a reverzního primeru V4 ({ {11}}GACTACHVGGGTATCTAATCC{12}}). PCR reakce se skládala z 2x KAPA HiFi HotStart ReadyMix, 12,5 ng DNA templátu a 5 µM každého primeru, s počáteční denaturací při 95 ◦C po dobu 3 minut, po které následovalo 25 cyklů denaturace při 95 ◦C po dobu 30 s, nasedání při 55 ◦ C na 30 s, extenze při 72 ◦C na 30 s a konečná extenze při 72 ◦C na 10 min. Čip Agilent DNA 1000 a bioanalyzátor Agilent 2100 (Agilent Technologies, Palo Alto, CA, USA) byly kombinovány pro kvantifikaci amplifikovaného produktu. PCR amplikony byly purifikovány pomocí kuliček AMPure XP. Částečný gen 16S rRNA byl sekvenován pomocí platformy Illumina MiSeq (Illumina Inc., San Diego, CA, USA).

Knihovna sekvenování 16S rRNA byla připravena pomocí genomové DNA (gDNA) a odpovídající sekvence s párovými konci byly sloučeny pomocí FLASH (http://ccb.jhu.edu/software/FLASH/ (přístup 29. června 2020)) [27] . Kvalitní filtrování odstranilo sekvence obsahující nekvalitní čtení a bylo provedeno pomocí CD-HIT-OTU (http://weizhong-lab.ucsd.edu/cd-hit-otu (přístup 29. června 2020)) [28] a rDnaTools balík. OTU (Provozní taxonomické jednotky) byly klasifikovány s 97procentní prahovou identitou pomocí algoritmu UCLUST založeného na 100% podobnosti. Sdílení sekvencí Větší nebo rovné 97 procentům podobnosti byly přiřazeny stejné OTU. Reprezentativní sekvence OTU byly porovnány a taxonomicky klasifikovány pomocí projektu Ribosomal Database Project (RDP) a byly porovnány s referenčními databázemi NCBI. Klasifikace je založena na databázi zelených genů (http://greengenes.lbl. gov/ (přístup 29. června 2020)). Výstup klasifikace čtení na několika taxonomických úrovních – království, kmen, třída, řád, čeleď, rod a druh pomocí QIIME (Quantitative Insights Into Microbial Ecology) [29].

Statistická analýzaStatistická analýza příjmu potravy a vody, objemu moči a tělesné hmotnosti byly uvedeny jako průměr ± SD na skupinu zvířat a rozdíly mezi skupinami byly porovnány z hlediska statistické významnosti pomocí Studentova t-testu s p-hodnotou < {{2} },05 považováno za statisticky významné.

Výsledek

DOPAD MSG na příjem potravy a vody, tělesnou hmotnost a objem močiPotkani léčení MSG a kontrolní potkani měli podobné množství příjmu potravy (17,44 ± 1,94 a 18,46 ± 1,37 g/potkan/den, v tomto pořadí) (obrázek 1A) a tělesnou hmotnost (333,58 ± 17,23 a 333,80 ± 15,50 g/krysa, v tomto pořadí) (Obrázek 1B). Příjem vody byl však podstatně vyšší u potkanů ​​léčených MSG (52,38 ± 18,36 ml/den) ve srovnání s kontrolami (38,38 ± 8,39 ml/den) (obrázek 1C). V obou skupinách léčených MSG a kontrolních skupinách se vylučování moči s časem zvyšovalo, i když významný nárůst byl pozorován pouze u potkanů ​​léčených MSG (15,42 ± 3,92 ml/krysa/den před léčbou a 29,09 ± 8,78 ml/krysa/ den po ošetření). Také, i když statisticky nevýznamné, byl výdej moči u potkanů ​​léčených MSG (29,09 ± 8,78 ml/krysa/den) zjevně vyšší než u kontrol (23,15 ± 10,55 ml/krysa/den) (obrázek 1D).

Metabolické změny v metabolicky důležitých orgánechNMR spektra odebraných vzorků tkáně byla analyzována po dvou týdnech léčby MSG. PCA spektrálních dat NMR byla zpočátku provedena za účelem pozorování jakéhokoli zjevného shlukování a odlehlých hodnot (obrázek 2). Jasné shlukování a úplná separace byly pozorovány v profilech jaterních metabolitů mezi kontrolní skupinou a skupinou léčenou MSG s permutační p-hodnotou 0.002, R2X 58 procent, Q2Y 0,84 a R2Y 0,93 znázorněné v grafech skóre PCA a O-PLS-DA (obrázek 2A, B). Reprezentativní graf zatížení odpovídající OPLS s přiřazením metabolitů je uveden na obrázku 3 s významnýmijátramodely uvedené na obrázku 3A; všechny významné změny v metabolitech jsou shrnuty v tabulce 1. V játrech byly ve skupině léčené MSG nalezeny vyšší hladiny šesti metabolitů včetně glukózy, pyridoxinu, 2-deoxyuridinu, inosinu, neznámý 1 a 2, zatímco jedenáct metabolitů leucin, isoleucin, valin, alanin, N-acetylglykoprotein, aceton, 1,3-dimethylurát, histamin, xanthin, kynurenát a nikotinamid, byly významně vyšší v kontrolní skupině. Graf skóre PCA založený naledvinovémetabolity (obrázek 2C) nenaznačovaly žádné jasné shlukování mezi dvěma skupinami a model O-PLS-DA byl statisticky významný s permutační p-hodnotou 0.018, R2X 56 procent, Q2Y z 0,29 a R2Y z 0,74 (obrázek 2D). Byly nalezeny dva změněné metabolityledvinové tkáněs významně vyšší hladinou trimethylaminu a významně nižším pyridoxinem ve skupině léčené MSG ve srovnání s kontrolami (obrázek 3B). Na rozdíl od toho výsledky jejuna (obrázek 2E, F), stolice a plazmy (obrázek 2 a obrázek S1) neodhalily žádné shlukování mezi léčenou a kontrolní skupinou, jak je znázorněno v grafech skóre PCA a O-PLS-DA.

Korelační dráhy významných metabolitů vjátraaledvinové tkáněbyly zkoumány pomocí KEGG ID a vytvořeny softwarem Cytoscape. Bylo zjištěno, že metabolity propojují metabolickou síť. Když byly tyto výsledky zkombinovány za účelem nakreslení mapy metabolických drah, aby se ilustrovala intuitivnější korelace, ukázalo se, že metabolity jsou spojeny hlavně s metabolickými cestami, jako je jaterní glukoneogeneze, aminokyseliny s rozvětveným řetězcem, vitamin B6 a metabolismus trimethylaminu ( Obrázek S3).

Spotřeba MSG mění střevní mikrobiomVýsledky analýzy fekálního bakteriálního složení ukázaly sedm kmenů, 15 tříd, 19 řádů, 46 čeledí, 127 rodů a 22{10}} druhů ze všech skupin zvířat. Bylo vybráno 7–10 nejlepších druhů a byla vytvořena procentuální relativní četnost bakteriálních společenstev na úrovni kmene, třídy, řádu, čeledi, rodu a druhu (obrázek 4). Na úrovni kmene byly první čtyři relativně hojné kmeny v následujícím pořadí – Firmicutes > Bacteroidetes > Proteobacteria > Actinobacteria u všech zvířat (obrázek 4A). Množství Actinobacteria bylo významně nižší u potkanů ​​léčených MSG (0,30 procent) než u kontrolních potkanů ​​(1,32 procent) (obrázek 5A).

Na úrovni třídy byly nejhojnější mikroflóry Bacily > Clostridia > Bacteroidia > Erysipelotrichia u všech zvířat (obrázek 4B). Skupina léčená MSG měla významně vyšší Clostridia (31,59 procenta) než kontrolní skupina (19,25 procenta). Krysy ošetřené MSG však měly významně nižší počet bakterií Actinobacterium (0,15 procent) než kontrolní potkani (1.09 procent) (obrázek 4B). Při interpretaci na úrovni řádu byly Lactobacillales, Clostridiales, Bacteroidales, Erysipelotrichales hojné u všech zvířat (obrázek 4C). Klostridiales byly významně vyšší u potkanů ​​léčených MSG (31,59 procenta) než u kontrolních potkanů ​​(19,25 procenta), zatímco bififidobakterie byly významně nižší u potkanů ​​léčených MSG (0,06 procenta) ve srovnání s kontrolními potkany (1,06 procenta).

Čtyři nejhojnější čeledi běžně pozorované u všech experimentálních zvířat byly v následujícím pořadí – Lactobacillaceae > Erysipelotrichaceae > Clostridiaceae > Prevotellaceae (obrázek 4D). Na úrovni čeledi byly Bififidobacteriaceae významně nižší, ale neidentifikované Clostridiales byly významně vyšší u potkanů ​​léčených MSG ve srovnání s kontrolními potkany. Relativní početnost čtyř nejlepších rodů pozorovaných u všech zvířat byla v následujícím pořadí – Lactobacillus > Turicibacter > Prevotella < clostridium="" (obrázek="" 4e).="" tepelná="" mapa="" relativních="" četností="" na="" úrovni="" rodu="" ukázala="" nižší="" četnost="" lactobacillus="" a="" vyšší="" četnost="" clostridium="" u="" krys="" ošetřených="" msg="" (obrázek="" 5b).="" kromě="" toho,="" nižší="" množství="" bififidobacterium="" bylo="" také="" pozorováno="" u="" potkanů="" ​​léčených="" msg="" (0,06="" procent)="" ve="" srovnání="" s="" kontrolními="" potkany="" (1,06="">

Na úrovni druhu byly čtyři nejlepší střevní bakteriální druhy běžné u všech potkanů ​​Lacto bacillus střevní, Turicibacter sanguinis, Clostridium saudiense a Muribaculum střevní v pořadí (obrázek 4F). Ve skupině léčené MSG byl Flintibacter butyricus významně hojnější než v kontrolní skupině, zatímco Faecalibaculum rodentium a Bififidobacterium pseudolongum byly významně méně hojné.

Diskuse

Několik linií důkazů konzistentně spojuje spotřebu MSG s nepříznivými účinky na lidské zdraví, jako je vyšší výskyt metabolického syndromu [3], nadváha [4,5] a arteriální hypertenze [6]. Údaje však byly v některých případech protichůdné a základní mechanismy zůstávají nejasné. Abychom tento problém vyřešili, prozkoumali jsme tkáňové metabolické změny a střevní mikrobiální změny vyvolané konzumací MSG. Jak je znázorněno na schematickém znázornění na obrázku 6, spotřeba MSG změnila metabolity spojené s jaterní glukoneogenezí, metabolismem aminokyselin s rozvětveným řetězcem (BCAA), metabolismem vitaminu B6 a trimethylaminu. Krátkodobá konzumace MSG navíc potlačila relativní množství Bififidobacterium, které je považováno za prospěšnou bakterii, a Clostridium související s produkcí TMA a TMAO [30].

V játrech byly metabolity, jako je glukóza, pyridoxin (B6), 2-deoxyuridin, inosin, neznámý 1 a 2, významně vyšší u zvířat léčených MSG než u kontrol, zatímco jedenáct metabolitů (tj. leucin, isoleucin, valin , alanin, N-acetylglykoprotein, aceton, 1,3-dimethylurát, histamin, xanthin, kynurenát a nikotinamid) byly významně nižší. Za prvé, vyšší hladiny glukózy mohou naznačovat zvýšení jaterní glukoneogeneze spojené s MSG, což je v souladu s dříve hlášenou vysokou hladinou glukózy v plazmě u novorozených prasat, která dostávala suplementaci MSG (1 g/kg tělesné hmotnosti) [31]. Za druhé, snížené hladiny alaninu a tří BCAA, včetně valinu, leucinu a isoleucinu, mohou korelovat s katabolismem aminokyselin a energetickým metabolismem, ve kterém mohou být jejich uhlíkové kostry použity jako prekurzory pro glukoneogenezi (alanin, valin a isoleucin jako glukogenní aminokyseliny) a výroba energie prostřednictvím cyklu trikarboxylové kyseliny (TCA). V souladu s předchozí zprávou jsme zjistili, že produkty degradace leucinu a lysinu, beta-hydroxyisovalerátu a 5-aminovalerátu, v tomto pořadí, byly významně vyšší v moči potkanů ​​léčených MSG [13]. Za třetí, zvýšený pyridoxin vjátraa snížený pyridoxin vledvinaMSG-ošetřených potkanů ​​naznačilo změnu metabolismu vitaminu B6. Zjistili jsme také snížené hladiny histaminu, kynurenátu a nikotinamidujátrapotkanů ​​léčených MSG, které jsou produkty B6-dependentních enzymů v metabolismu histidinu a tryptofanu. Souvislost mezi příjmem MSG a metabolismem vitaminu B6, histidinu a tryptofanu je třeba dále prozkoumat. Za čtvrté, krysy ošetřené MSG měly vyšší hladiny trimethylaminu (TMA) vledvina. TMA se syntetizuje ze složek potravy, včetně cholinu, L-karnitinu a betainu působením mikrobiálních enzymů [16]. TMA je absorbován převážně pasivní cestou do portálního oběhu a hlavně oxidován na trimethylamin-N-oxid (TMAO) jaterními monooxygenázami obsahujícími flavin (FMO). Menší část TMA se oxiduje na dimethylamin (DMA) a methylamin (MA) a nakonec se vylučuje do moči [32,33]. Již dříve byly hlášeny vyšší hladiny DMA a MA v moči potkanů ​​léčených MSG [13]. Několik studií prokázalo, že zvýšené prekurzory TMA, cholin nebo jeho metabolity, TMAO, mohou vést k progresivníledvinovétubulointersticiální fibróza, kardiovaskulární onemocnění a chronickénemoc ledvin[34–36]. Proto zvýšená hladina TMA vledvinamůže představovat spojení mezi příjmem MSG apoškození ledvin.

Odhlédneme-li od pozorovaných změn v TMA, zkoumali jsme střevní mikroflóru potkanů ​​léčených MSG a prokázali jsme změnu dvou hlavních kmenů, Firmicutes a Bacteroidetes. Vyšší množství Firmicutes, ale nižší množství Bacteroidetes, bylo pozorováno u potkanů ​​léčených MSG. Na úrovni rodu měly krysy ošetřené MSG vyšší abundance Clostridium a nižší množství Lactobacillus a Bififidobacterium. Rod Clostridium zahrnuje skupinu mikroorganismů patřících do kmene Firmicutes. Některé Clostridium spp. jsou spojeny s metabolismem TMA produkcí enzymů k přeměně cholinu nebo složek potravy na TMA [33,37,38]. Zvýšené množství střevních bakterií produkujících TMA, tj. Clostridium spp., podporuje zvýšení metabolitů TMA vledvinaa moč krys ošetřených MSG. Kromě toho konzumace MSG snížila populaci Bififidobacterium, probiotické bakterie, která hraje důležitou roli ve střevní homeostáze a zdraví [39]. Jednoduché a stravitelné sacharidy, jako je laktóza a sacharóza, jsou metabolizovány v horním gastrointestinálním (GI) traktu hostitelem a bakteriemi, jako jsou laktobacily. Avšak nestravitelné sacharidy, tj. vláknina, jsou metabolizovány v dolním GI traktu členy střevní mikroflóry, včetně Bififidobacterium. Strava s vysokým obsahem nasycených tuků a jednoduchých cukrů, ale bez vlákniny, jako je strava západního stylu, může přispět k nižšímu počtu prospěšných bakterií [40]. Pokles Bififidobacterium, dobré bakterie, byl popsán u chronických zánětlivých onemocnění, jako je obezita [41], hepatitida B [42] a diabetes [43,44]. Účinek konzumace MSG na střevní mikroflóru u lidí byl popsán dříve bez významných změn v mikrobiálním složení ve srovnání s výchozí hodnotou [45]. Nízký dopad MSG na střevní mikrobiotu v této studii může být způsoben nízkou dávkou suplementace MSG (2 g/den), protože průměrný denní příjem MSG podle našeho pozorování je 4 g/den [3]. Zjistili jsme, že každý 1 g denního příjmu MSG zvyšuje riziko metabolického syndromu. Ačkoli mechanismus konzumace MSG vedoucí k metabolickým onemocněním není stanoven, může být vodítkem snížení Bififidobacterium u zvířat léčených MSG. Shodou okolností je snížený výskyt Bififidobacterium u potkanů ​​léčených MSG nalezený v této studii podobný jako u potkanů ​​s nedostatkem vitamínu B6 [46]. Intenzivní studie toho, jak MSG snižuje dobré bakterie a mění stav vitaminu B6, vyžaduje další výzkum.

Ukázali jsme, že spotřeba MSG indukovala jaterní aledvinovémetabolické změny zapojené do glukoneogeneze a metabolismu aminokyselin s rozvětveným řetězcem, vitaminu B6 a TMA, doprovázené posuny ve složení střevní mikroflóry. Tato pozorování naznačují, že změněné metabolické cesty mohou být spojeny s nepříznivými účinky dlouhodobé konzumace MSG, zejména najátraaledvin.