Hodnocení antioxidačních, bělicích a antiagingových vlastností hydrolyzátů rýžových proteinů

Kontakt:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Hui-Ju Chen 1,2, Fan-Jhen Dai 2, Cheng-You Chen 3, Siao-Ling Fan 2, Ji-Hong Zheng 4, Yu-Chun Huang 2, Chi-Fai Chau 1, Yung-Sheng Lin 3, 4,5,* a Chin-Shuh Chen 1,*

Abstraktní:Proteinové hydrolyzáty rostlinného původu mají potenciální využití ve výživě. Rýžové proteinové hydrolyzáty (RPH), vynikající zdroj proteinů, přitáhly pozornost pro vývoj kosmeceutik. Nicméně jen málo studií uvedlo potenciální aplikaci analýzy RPH a tato studie je zkoumalaantioxidantaktivity a inhibiční aktivity enzymů pro stárnutí kůže. Výsledky ukázaly, že celkové koncentrace fenolů a flavonoidů byly 2.06 ± 0,13 mg ekvivalentu kyseliny gallové/g RPH a 25,96 ± 0,52 µg ekvivalentu kvercetinu/g RPH, respektive. RPH prokázaly na dávce závislou aktivitu pro vychytávání volných radikálů z 1,1-difenyl-2-pikrylhydrazylu [poloviční maximální inhibiční koncentrace (IC50)=42,58 ± 2,1 mg/g RPH] a 2 ,20-azino-bis (3-ethylbenzothiazolin-6-sulfonová kyselina) (IC50=2,11 ± 0,88 mg/g RPH), redukční kapacita závislá na dávce (6,95 ± 1,40 mg ekvivalentu vitamínu C/g RPH) a kapacita absorbce kyslíkových radikálů (473 µmol ekvivalentu Troloxu/g RPH). Koncentrace roztoku RPH potřebné k dosažení 50procentní inhibice hyaluronidázy atyrosinázaaktivity byly stanoveny na 8,91 a 107,6 mg/ml, v daném pořadí. Tato studie prokázala, že RPH majíantioxidantantihyaluronidázové a antityrosinázové aktivity pro budoucí kosmetické aplikace.

klíčová slova:hydrolyzát rýžového proteinu;antioxidant; hyaluronidáza;tyrosináza; kosmetický

cistancheběleníúčinekna kůži ažantioxidační

1. Úvod

Expozice ultrafialovému záření je zodpovědná za fotostárnutí (neboli vnější stárnutí); na rozdíl od toho jsou za přirozené stárnutí odpovědné reaktivní formy kyslíku produkované v buněčném metabolismu a zhoršování biologických funkcí [1,2]. Zpracované potraviny často obsahují přírodníantioxidantyjako jsou katechiny, kyselina askorbová, tokoferoly, kyselina rozmarinová a fenolové extrakty z různých rostlin. Výzkum přírodních antioxidantů nyní zvažuje netradiční původ. Z přírodních zdrojůantioxidantyjsou žádanější než chemicky vyráběnéantioxidantyprotože některé syntetické antioxidanty byly hlášeny jako karcinogenní [3]. Rýže (Oryza sativa) je hlavní stravou lidí na celém světě, zejména těch, kteří žijí v Asii. Roční produkce rýže na světě je přibližně 741 milionů tun [4]. V asijských zemích je rýže údajně zdrojem 75 procent energetického příjmu více než 2 miliard lidí [5]. Extenzivní produkce rýže má za následek odpovídající množství produkce vedlejších produktů. Zbytkový produkt z procesu výroby rýže obsahuje většinu bílkovin zrna (~ 60–85 procent), ale vyhazuje se nebo používá ke krmení zvířat [6–8]. Peptidy získané z různých proteinových hydrolyzátů údajně působí jako potenciálantioxidanty[9]. Přírodní a netoxické antioxidanty mohou být proto potenciálně extrahovány z hydrolyzátů potravinářských bílkovin. Mnoho vědců použilo modely bohaté na lipidy a uvedlo, že proteinové hydrolyzáty, stejně jako mléčné, zeinové a sójové proteinové peptidy mají zásadní antioxidační vlastnosti, včetně vychytávání volných radikálů, inhibice potravin a peroxidace lipidů in vitro a chelace přechodných kovů [10– 12].

Kyselina hyaluronová (HA) pomáhá omlazovat pokožku, protože zvyšuje viskozitu, obsahuje vlhkost a snižuje propustnost extracelulárních tekutin. Díky své vynikající schopnosti zadržovat vodu zvyšuje HA mladistvost, hydrataci a hladkost pokožky a snižuje stupeň vrásek [13,14]. Bohužel hladina HA v pokožce s věkem přirozeně klesá. Hyaluronidáza je enzym, který ničí HA, což způsobuje ztrátu pevnosti, pružnosti a vlhkosti pokožky, což následně vede ke stárnutí kůže. Vrásky lze proto léčit inhibicí hyaluronidázy a udržováním obsahu HA v kůži [15,16]. Enzym produkující melanintyrosinázazásadním způsobem přispívá k omezujícímu kroku procesu, kterým je melanin produkován. Proto se poruchy pigmentace běžně léčí a rozjasnění pleti se dosahuje inhibicí nebo snížením regulacetyrosinázaaktivita [17,18].

V několika studiích bylo zjištěno, že hydrolyzáty obilných proteinů a peptidy, které z nich lze získat, mají antioxidační, antihypertenzní a protinádorové účinky [19,20]. Postupně se uznává pozitivní přínos peptidů a proteinů pocházejících z potravin pro lidské zdraví [21]. Spotřebitelé stále více požadují, aby kosmetický průmysl a zdravotnický průmysl využívaly přírodní bioaktivní sloučeniny. Rýžové proteinové hydrolyzáty (RPH) přitahovaly pozornost jako vynikající zdroj bílkovin. Nicméně několik studií uvádí charakterizaci a funkční analýzu RPH. Proto tato studie hodnotila antioxidační aktivitu a hyaluronidázutyrosináza-inhibiční aktivity RPH.

2. Výsledky a diskuse

2.1. Celková koncentrace fenolů (TPC) a celkový obsah flavonoidů (TFC)

Standardem v testu TPC byla kyselina gallová o několika koncentracích. Vyšší absorbance indikovala vyšší TPC. TPC vzorků RPH bylo získáno zadáním hodnot optické absorbance vzorků RPH do kalibrační křivky kyseliny gallové. Vynesením koncentrace RPH proti koncentraci fenolu (obrázek 1a) bylo získáno průměrné TPC 2.06 ± 0,13 mg GAE/g RPH. TFC 25,96 ± 0,52 ug QE/gRPHs bylo získáno podobným postupem (obrázek 1b). Obrázek 1c dále uvádí TPC a TFC vzorků RPH. Ukazuje, že vztah mezi TPC a TFC lze vyjádřit jako y=0,0121x plus 0,0659, kde x a y jsou TPC a TFC.

TPC RPH zahrnovaly koncentrace fenolických aminokyselin a fenolových sloučenin peptidů. Interakce protein-fenolická sloučenina obecně zahrnuje kovalentní a nekovalentní vazby. Při enzymatické hydrolýze se uvolňují fenolické sloučeniny. Specifické enzymy mohou být nejschopnější zničit komplexy protein-polyfenol, což vede k uvolňování většího počtu fenolických sloučenin a peptidů s fenolickými skupinami, jako je tyrosin [22]. Byla hlášena silná korelace mezi celkovým obsahem polyfenolů v zrnech a jejich biologickou aktivitou. O polyfenolech je dobře známo, že mají silné antioxidační účinky [23]. Přestože se terpeny [24] nebo seskviterpeny [25] v rýži vyskytují v menším množství, mohou také přispívat k antioxidačním aktivitám.

2.2. Aktivita antioxidantů

2.2.1. Aktivita volných radikálů DPPH zachycující radikály

Obrázek 2 znázorňuje aktivitu vychytávání volných radikálů DPPH v roztoku RPH. Bylo zjištěno, že vyšší koncentrace roztoku vede k vyšší aktivitě. Poloviční maximální inhibiční koncentrace (IC50), což je koncentrace extraktu, pro kterou může být vychytána polovina všech volných radikálů DPPH, byla 42,58 ± 2,1 mg/ml rýžových peptidů.

2.2.2. Čisticí činnost volných radikálů ABTS

Aktivita RPH ABTS zachycující volné radikály, znázorněná na obrázku 3, byla vyšší, když byla použita vyšší koncentrace extraktu. IC50 byla 2,11 ± 0,88 mg/ml rýžových peptidů. Tento výsledek ukázal, že RPH měly silnou aktivitu ABTS zachycující volné radikály. Aminokyseliny obsahující síru, včetně Met a Cys, a hydrofobní aminokyseliny, včetně Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try a Pro, mohou být důležitými faktory s ohledem na volné radikály ABTS. úklidová činnost.

V této studii byla hodnota IC50 aktivity vychytávání volných radikálů ABTS nižší než aktivita vychytávání volných radikálů DPPH, což souhlasí s výsledky skořápky a jádra semene Jatropha curcas L. [28] a dužiny plodů jujuby a kůry [29]. Toto zjištění také koresponduje se zprávou o proteinových hydrolyzátech rýžových otrub s 43,98–66,25 µmol ekvivalentu Troloxu/g vzorku a 403,28–430,12 µmol ekvivalentu Troloxu/g vzorku pro aktivitu vychytávání volných radikálů DPPH a aktivitu vychytávání volných radikálů ABTS [27].

Jedním z možných důvodů je rozdíl v rozpustnosti mezi volnými radikály DPPH (rozpustný v oleji) a volnými radikály ABTS (rozpustný v oleji/vodě) [30,31]. Antioxidační potenciál proteinových hydrolyzátů rýžových otrub byl ovlivněn jejich profilem molekulové hmotnosti, složením aminokyselin a hydrofobností [32].

2.2.3. Redukční kapacita

Výsledky testu redukční kapacity pro RPH jsou uvedeny na obrázku 4. Redukční kapacita se zvyšovala s koncentrací RPH. Redukční kapacita byla 6,95 ± 1,40 mg VCE/g RPH, což ukazuje, že RPH jsou účinným antioxidantem.

2.2.4. Kapacita absorpce kyslíkových radikálů (ORAC)

Test ORAC má výhody oproti jiným přístupům ke stanovení antioxidační aktivity, včetně použitých reaktantů, kterými jsou peroxyradikály s podobným mechanismem reakce a redoxním potenciálem jako fyziologické oxidanty; celkový náboj a protonační stav, se kterými seantioxidantyreagují podobně jako v lidském těle [33]. Metoda ORAC má také biologický význam pro účinnost antioxidantů v lidském těle. Obrázek 5 ukazuje výsledky ORAC analýzy RPH a standardu Trolox v různých koncentracích. ORAC byl odvozen z regresní rovnice kalibrační křivky vztahující se k čisté AUC ke koncentraci Troloxu. Výsledky ukázaly, že RPH měl ORAC 473 umol TE/g RPH.

Antioxidační peptidy nebo aminokyseliny lze získat enzymatickou hydrolýzou proteinů, což má za následek vysokou účinnost proti oxidantům [34]. Chelatace kovových iontů, inhibice peroxidace lipidů a vychytávání volných radikálů biologicky aktivních peptidů jsou zodpovědné za jejich antioxidační aktivitu. Antioxidačními peptidy mohou být potlačeny volné radikály a zvýšena exprese proteinů a enzymů snižujících oxidační stres. Antioxidační účinnost proteinových hydrolyzátů a peptidů je údajně závislá na sekvenci aminokyselin a velikosti peptidu, které jsou ovlivněny podmínkami hydrolýzy, zdrojem proteinu a typem proteázy [35]. Podle Adebiyi et al. [36], největší stravitelný protein z rýžových otrub může být rozbit na menší kousky subtilisinem, což vede k vyššímu výtěžku a obsahu proteinu. TPC a antioxidační aktivita hydrolyzátu mohou být ovlivněny specificitou enzymů. Antioxidační aktivita peptidu tedy může být ovlivněna charakteristikami zdroje bílkovin, specifitou enzymu a úrovní hydrolýzy [37].

Existuje mnoho zpráv, které používají proteázy (jako je Alcalase, komerční název asubtilisinu A z Bacillus species) k hydrolýze rostlinných proteinů za účelem získání antioxidačních peptidů. V tomto ohledu je sójový protein jedním z nejčastěji uváděných proteinů [38]. Dále byla zjištěna také hydrolýza proteinu rýžových otrub Alcalase. Za optimálních podmínek alcalasehydrolýza lepkavých rýžových otrub produkovala proteinové hydrolyzáty s hodnotou IC50 0,87 ± 0,02 mg/ml při zachycování volných radikálů DPPH [39]. V naší studii byla hodnota IC50 RPH 42,58 ± 2,1 mg/ml. Přestože hodnota IC50 v pohlcování volných radikálů DPPH v této studii nebyla tak účinná jako u proteinu z rýžových otrub, vychytávání volných radikálů ABTS (IC50=2.11 mg/ml) bylo účinnější než hydrolyzáty sójového proteinu získané hydrolýzou Alcalase ( IC 50=2,93 mg/ml) [40].

2.3. Hyaluronidázová inhibiční aktivita

Proteolytický enzym, hyaluronidáza, se nachází v dermis a katalyzuje degradaci HA v extracelulární matrix [41]. Tato studie používala kyselinu tříslovou jako pozitivní kontrolu pro účely srovnání. Obrázek 6 ukazuje, že kyselina tříslová měla vyšší inhibici aktivity hyaluronidázy; IC50 byla 0,14 mg/ml, podobná hodnotě získané Nishidou et al. (0,121 mg/ml; 71,1 mM) [42]. Naproti tomu pro roztok RPH byla vypočtena IC50 8,91 mg/ml. Tento výsledek roztoku RPH odpovídal naší předchozí hodnotě IC50, 7,61 mg/ml [43]. Proteiny, polysacharidy a rostlinné a syntetické sloučeniny patří mezi řadu sloučenin, ve kterých jsou přítomny inhibitory hyaluronidázy. Tyto inhibitory pomáhají udržovat rovnováhu mezi syntézou a degradací HA [44]. Nízká koncentrace HA v pokožce má za následek suchost a vrásky. Inhibice aktivity hyaluronidázy je tedy cestou, kterou lze zlepšit morfologii kůže a oddálit její stárnutí.

2.4. Tyrosináza-inhibiční aktivita

Proteinové hydrolyzáty z přírodních zdrojů mají potenciál inhibovataktivitu tyrosinázy. In-vitro test inhibice tyrosinázy se obvykle používá k hodnocení toho, jak činidla pro bělení kůže přímo ovlivňují aktivitu tyrosinázy [45]. Účastí v kroku limitujícím rychlost melaninsyntézy tyrosináza katalyzuje hydroxylaci L-tyrosinu na L-DOPA a poté oxidaci L-DOPA na o-dopachinon. Když je žádoucí zabránit biosyntéze melaninu, může být rozhodující inhibice aktivity L-tyrosinázy. Tady,tyrosinázabyl použit ke stanovení RPH antityrosinázové aktivity. Jak je znázorněno na obrázku 7, koncentrace107,6 mg/ml dosáhla 50procentní inhibice aktivity tyrosinázy. Kyselina askorbová vykazovala vysokou inhibiční aktivitu na tyrosinázu (IC50=0,098 mg/ml), která byla podobná jako u 0,102 mg/ml podle Seo et al. hlášeno [46].

Hydrolyzáty proteinů z rýžových otrub vykazovaly významně vysoké hodnotytyrosináza-inhibiční aktivita [47,48]. Tyrosinázová inhibiční aktivita roztoku RPH může vyplývat z aminokyselinových profilů peptidů. Schurink a kol. popsal, že účinnýtyrosináza-inhibiční peptidy se skládají z argininových zbytků a fenylalaninu [49]. Inhibiční aktivitu tyrosinázy lze zlepšit hydrofobními aminokyselinovými zbytky (např. alaninem) a alaninem lze narušit produkci melaninu [50]. Kromě toho Zhang a kol. také uvedli, že hydrolyzát rýžového proteinu by mohl snížit obsah melaninu a aktivitu tyrosinázy v modelu buněk indukovaných UVB [51].

cistanche kulturistika

2.5. Aminokyselinové profily a MW RPH

Obsah proteinu v rýži po odstranění škrobu v této studii byl 23,56 procent hmotnostních a stupeň hydrolýzy vzorku hydrolyzovaného proteázou byl 9,36 procent. Tabulka 1 podrobně popisuje složení aminokyselin v RPH. Ve vzorku každých 100 g obsahovalo 5,18 g aminokyselin. Pokud jde o aminokyselinové složky, RPH byly bohaté na alanin, leucin, arginin, kyselinu glutamovou a kyselinu asparagovou. Každých 100 g vzorku obsahovalo celkem 1,73 g hydrofobních aminokyselin (alanin, valin, leucin, isoleucin, prolin, fenylalanin a cystein). Tento výsledek byl zcela odlišný od naší předchozí zprávy [43] v roztoku amylázy a jeho teplotě zpracování k odstranění škrobu. Obsah hydrofobních aminokyselin byl 1,90krát vyšší než v naší předchozí zprávě. Nižší teplota zpracování (60 ◦C) v této studii může zabránit denaturaci bílkovin ve velkém množství, takže aktivita aminokyselin může být lépe zachována. Kromě toho, podobný závěr je také získán z jiné houbové amylázy a glukoamylázy, které zcukerňují škrob v bílých rýžových otrubách [52].

Výzkum zjistil, že se podobají hydrofobním aminokyselinámantioxidantyzvýšením rozpustnosti na bázi lipidů v proteinových hydrolyzátech a peptidech z různých zdrojů proteinů, čímž se podporuje interakce s volnými radikály [38,53]. Některé aminokyseliny byly popsány Chen et al. [54] být obecněantioxidanty; uvedené kyseliny zahrnovaly tryptofan, cystein, methionin, tyrosin a histidin. V této studii aromatické aminokyseliny (fenylalanin, tyrosin a tryptofan) obsahovaly 0,53 g/100 g RPH. Proto tyto aminokyseliny pocházející z peptidu byly pravděpodobně zodpovědné za antioxidační aktivitu RPH.

Kromě toho proteiny, které jsou hydrolyzovány na kratší peptidy, mají odlišnou distribuci molekulové hmotnosti a některé hydrofobní skupiny složené uvnitř kompletních molekul přirozeného proteinu jsou obvykle vystaveny vodné fázi. Souvisí to se strukturně přeskupenými proteinovými molekulami, a tedy s funkčními vlastnostmi proteinu [55,56]. Data tricin-SDS-PAGE naznačovala, že MW RPH byla v rozmezí 5–35 kDa (obrázek 8a).

Obrázek 8b znázorňuje relativní obsah různých MW v RPH. Celkově bylo 45,24 procent veškerého proteinu v hlavním pásu (MW ≈ 2,4 kDa). Podobné výsledky byly získány s ohledem na peptid hydrolyzátů proteinů z rýžových otrub. Nejvyšší antioxidační aktivita dosažená Thamnarathip et al. [37] byla hodnota pro peptidy o molekulové hmotnosti=6–50 kDa. Kromě toho existují vztahy mezi funkcí proteinových hydrolyzátů a distribucí molekulové hmotnosti a složením aminokyselin [57]. To vysvětluje antioxidační aktivitu RPH pozorovanou v této studii.

2.6. Test buněčné toxicity

Pro budoucí aplikace je vyžadována nízká toxicita buněk. Pro hodnocení cytotoxicity a biokompatibility RPH byla buněčná životaschopnost surových buněk 264.7 v roztoku RPH měřena metodou MTT. Jak je ukázáno na obrázku 9, životaschopnost buněk byla vyšší než 100 procent, když byly ošetřeny 25–2000 µg/ml RPH po dobu 24 hodin a 48 hodin. Výsledky ukazují na pozoruhodně nízkou cytotoxicitu RPH. Proto mohou být RPH potenciálně použity jako kosmetické aplikace s velmi nízkou cytotoxicitou.

3. Materiály a metody

3.1. Reagencie

Chlorid železitý, 2,20-azino-bis(3-ethylbenzothiazolin-6-sulfonová kyselina) (ABTS), Trolox (6-hydroxy-2,5 ,7,8-tetramethylchroman-2-karboxylová kyselina), l-3,4-dihydroxyfenylalanin (L-DOPA), 1,1-difenyl-2- pikrylhydrazyl (DPPH) a kyselina trichloroctová byly získány od Alfa Aesar (Tewksbury, MA, USA). 2,20-azobis(2-methylpropionamidin) dihydrochlorid (AAPH), Folin-Ciocalteuovo fenolové činidlo, kyselina gallová, kyselina askorbová, houbatyrosinázaa fluorescein sodný byly získány od Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA). Uhličitan sodný byl získán od Riedel-de Haën (Seelze, Německo). Nakonec byly ferrikyanid draselný, hydrogenfosforečnan sodný a dihydrogenfosforečnan sodný získány od Showa Chemical (Tokio, Japonsko).

3.2. Příprava RPH

RPH byly připraveny tak, jak bylo popsáno dříve, kromě toho, že plísňová amyláza byla přijata ke zcukernění škrobu v rýžové mouce, aby se zabránilo poškození aminokyselin způsobené hydrolýzou bakteriální lamylázy při vysokých teplotách [43,58]. Sto gramů rýžové mouky bylo namočeno v 100}0 ml destilované vody obsahující 0,5 procenta houbové amylázy (Genencor, NY, USA); směs byla následně zahřívána po dobu 24 hodin na 60 ◦C ( pH 4,2), načež se nechala ochladit na teplotu místnosti. Centrifugace byla prováděna po dobu 10 minut při 1968 x g k odstranění zbývajícího supernatantu. Po přidání 20-násobku vody a 2 ml 0,1% hydrolytické proteázy (Healthmate, Changhua, Taiwan) k nerozpustné části byl roztok protřepán a inkubován po dobu 4 hodin při 55 °C. Pro udržení pH roztoku na optimální úrovni byla použita metoda pH-stat a poté bylo provedeno zahřívání na 85 ◦C po dobu 10 minut pro inaktivaci enzymů. Zbývající nerozpustná frakce byla odstraněna centrifugací po dobu 15 minut při 3075 x g. Lyofilizace byla provedena na supernatantu, který byl poté před použitím skladován při -20 ◦C.

3.3. Antioxidační aktivity RPH

3.3.1. Celková fenolická koncentrace (TPC)

Pro zjištění TPC RPH byla použita Folin-Ciocalteuova metoda [59]. Nejprve byly 200 µl Folin-Ciocalteuova fenolového činidla (0,3M) rovnoměrně promíchány5-min třepáním při 200 ul roztoku RPH a k této směsi bylo přidáno 400 ul deionizované (DI) vody a 200 ul 10% (w/v) roztoku uhličitanu sodného. Smíšený roztok podstoupil 60 minut inkubace ve tmě při teplotě místnosti. Poté byla centrifugována po dobu 15 minut při 3000 ot./min. Při měření bylo použito 100 ul supernatantu. Pro stanovení TPC (jednotka: mg) ekvivalentu kyseliny gallové (GAE) na gram suchého vzorku RPH (jednotka: mg GAE/g RPH) byla data optické absorbance vložena do standardní křivky představující kyselinu galovou. Absorbance byla získána při 700 nm pomocí spektrofotometru EpochMicroplate (BioTek, VT, USA).

3.3.2. Celkový obsah flavonoidů (TFC)

TFC byl získán podle přístupu Wathoniho et al. s drobnými úpravami [60]. Nejprve bylo smícháno 500 ul každého vzorku a 2% (w/v) roztoku chloridu hlinitého. Reakční roztok byl důkladně promíchán a ponechán 10 minut a byla vyhodnocena absorbance při 415 nm. Výsledek je uveden v mikrogramech ekvivalentu kvercetinu (QE) na gram suchého vzorku RPH (µg QE/g RPH).

cistanche kulturistika

3.3.3. Aktivita odstraňování volných radikálů DPPH

Nejprve byl smíchán 198 uM roztok DPPH ethanolu (50 ul) a roztok RPH nebo DI voda (0,5 ul; vzorek a kontrola) a poté ponechány stát 30 minut v temnu při pokojové teplotě. Následně byla zjištěna absorbance roztoku při 517 nm. Relativní vychytávací aktivita byla vypočtena stanovením absorbančního rozdílu mezi vzorkem a kontrolou. Vysoká aktivita vychytávání volných radikálů DPPH se projevila nízkou optickou absorbancí. Při hodnocení aktivity vychytávání volných radikálů DPPH v roztoku RPH byl jako standard použit vitamin C [61–63].

3.3.4. Čisticí činnost volných radikálů ABTS

Přístup publikovaný Wu et al. byl použit k hodnocení antioxidační aktivity roztoku RPH [64]. Nejprve se 7 mM zásobní roztok ABTS (250 µL) nechal reagovat s 2,45 mM persíranem draselným (250 µL), čímž se získal kationt volných radikálů ABTS (ABTS• plus ), přičemž směs byla uchovávána po dobu 16 hodin při 4 ◦C ve tmě před použitím. Po ekvilibraci ve tmě při teplotě místnosti se použil 0,1 M fosfátem pufrovaný fyziologický roztok (PBS; pH 7,4) k naředění roztoku na absorbanci 0,70 ± 0,02 při 734 nm. Poté bylo do 180 µl zředěného roztoku ABTS přidáno 20 µL Troloxu (pozitivní kontrola) nebo roztoku RPH (vzorek). Směs byla poté podrobena 10 minutové inkubaci při pokojové teplotě. Tato studie stanovila optickou absorbanci při 734 nm; nižší absorbance odpovídala vyšší aktivitě vychytávání volných radikálů ABTS. Standardem používaným pro hodnocení aktivity RPHsolution ABTS pohlcující volné radikály byl antioxidant Trolox.

3.3.5. Redukční kapacita

Ke stanovení celkové antioxidační aktivity roztoku RPH byl použit test antioxidační síly redukující železo. Jak uvádí Lin et al. [29], roztok RPH (200 µL) byl rovnoměrně smíchán s 1 procentem (w/v) K3Fe(CN)6 a 0,2 M PBS pufrem (pH 6,6; 100 µl každý) .Po dobu 20 minut byla k ohřevu směsi použita vodní lázeň o teplotě 50 ◦C; po vyjmutí směsi z lázně byla rychle ochlazena po dobu 3 minut. Následně byl proveden přídavek 10% (w/v) kyseliny trichloroctové (100 ul) a 10-min centrifugace při 3000 rpm. Poté následovala extrakce supernatantu (400 ul) a jeho rovnoměrné smíchání s 0. 1 procento (hmotnost/objem) FeCl3 (100 ul) a DI vodu (400 ul). Fe4[Fe(CN)6]3 byl získán10-min reakcí této směsi ve tmě. Následně vyšší optická absorbance (měřená při 700 nm) indikovala vyšší redukční kapacitu. Standardní vitamín C byl použit ke stanovení obsahu ekvivalentu vitamínu C (VCE) na gram RPH.

3.3.6. Kapacita absorpce kyslíkových radikálů (ORAC)

Tato studie získala ORAC modifikací dříve publikované metody [65]. Po rozpuštění vzorku RPH v destilované vodě byl roztok RPH (50 ul) smíchán s fluoresceinem (10 uM) v 96-jamkové mikrotitrační destičce. Roztok byl podroben 15-minutové inkubaci při 37 °C s následným přidáním 50 ul AAPH (500 mM). Každých 5 minut a celkem po dobu 120 minut byla zaznamenávána fluorescence (λex a λem=485 a 528 nm, v tomto pořadí). Antioxidační kapacita RPH byla objevena z kinetiky rozpadu fluorescence výpočtem plochy pod křivkou (AUC ). Při výpočtu RPH ORAC byl standardem 15–250 µM Trolox. ORAC se uvádí jako mikromol ekvivalentu Troloxu (TE) na pergram suchého vzorku RPH (µmol TE/g RPH).

3.4. Hyaluronidázová inhibiční aktivita

Test inhibice hyaluronidázy byl proveden s použitím {{0}}jamkové mikrotitrační destičky a dříve popsanou metodou s mírnými úpravami [40]. N-acetylglukosamin se uvolnil reakcí hyaluronidázy s HA ​​substrátem. V přítomnosti jakéhokoli inhibitoru bylo uvolňování N-acetylglukosaminu sníženo, přičemž toto uvolňování bylo detekováno získáním absorbance 600-nm. HA byla vysrážena kyselým roztokem albuminu složeným z 0,1 M acetátového pufru (pH 3,9) a hovězího sérového albuminu (1 mg/ml). Roztok vzorku a 5 mg/ml hyaluronidázy byly 20-min inkubovány při 37 ◦C. K inkubační směsi byla následně přidána HA (1{{20}}0 ul; 5,0 mg/ml v 0,1 M acetátovém pufru). Byla provedena další inkubace při 37 ◦C po dobu 40 minut. K zastavení enzymatické reakce bylo přidáno 0,1 ml 0,4 M alkalického roztoku boritanu.

3.5. Tyrosináza-inhibiční aktivita

Tato studie hodnotila antityrozinázovou aktivitu RPH pomocí dříve popsaného protokolu s modifikacemi [66]. Roztok enzymu (135 U/ml) byl připraven rozpuštěním tyrosinázy ve 20 mM fosfátovém pufru (pH 6,8). Navíc byla pro přípravu roztoku 1,25 mM L-DOPA použita DIvoda. Poté bylo 40 ul různých koncentrací roztoků vzorků RPH smícháno se 40 ul roztoku tyrosinázy a 120 ul roztoku L-DOPA. Po dobu 30 minut byla tato směs udržována při 37 ◦C v testu inhibice RPHstyrosinázaaktivita. K získání absorbance 475-nm byl použit spektrofotometr (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Německo). Všechna měření byla provedena třikrát. Absorbance odpovídající skupiny, kdyžtyrosinázanebyl přítomen byl odečten. Rychlost inhibice enzymu byla stanovena jako

3.6. Charakterizace RPH

3.6.1. Profily aminokyselin

Tato studie objevila složení aminokyselin RPH. Nejprve byla po dobu 24 hodin a při 115 ◦C použita 4M kyselina methansulfonová k hydrolýze vzorků ve vakuově uzavřených zkumavkách. K separaci derivatizovaných aminokyselin na koloně Spherisorb ODS2 o délce 25 m byly použity dva systémy pro dodávání rozpouštědla Waters 51{9}} a analyzátor aminokyselin (L 8900; Hitachi, Tokio, Japonsko). × 64,6 mm. Tato studie používala následující rozpouštědla: (a) octan sodný (0,14 M) a triethylamin (850 ul/l; pH 5,6) a (b) 60 procent acetonitril, pro který byl gradient 0 procent po dobu 2 minut; 0–42 procent po dobu 15,5 minuty (konvexní křivka); a 100 procent po dobu 4 minut. Byly odebrány duplicitní vzorky pro měření profilů aminokyselin při 254 nm [67,68].

3.6.2. Molekulová hmotnost (MW) proteinu

V souladu se Schäggerovou metodou [69] a za redukčních podmínek tato studie získala distribuci MW pomocí tricin–dodecylsulfát sodný (SDS)–polyakrylamidgelové elektroforézy (PAGE) s mírnými úpravami. Vzorkový pufr (30 g/l SDS, 0,375 MTris-HCl, 0,125 g/l Coomassie Brilliant Blue G-250 a 75 g/ L glycerol; pH 7) byl použit k dispergování lyofilizovaného vzorku a před nanesením byla provedena centrifugace. Celkem 20 ul 2-merkaptoethanolu bylo přidáno k 1 ml tricin-SDS-PAGE vzorku. Vzorek byl zahříván na 100 ◦C po dobu 90 sekund. Vzorková jamka byla naplněna každým vzorkem a Unstained Protein Standard Broad Range (Bio-Rad Laboratories, Německo) pomocí mikrostříkačky. Poté byla provedena elektroforéza — nejprve při konstantním 30 mV, dokud nebyl celý vzorek obsažen ve stohovacím gelu, a poté až do dokončení při konstantním 100 mV. Následně byl pro barvení gelu aplikován 0,02% roztok Coomassie Brilliant Blue R-250. Absolutní odbarvení pozadí gelů bylo provedeno třepáním gelů v 10% kyselině octové přes noc. Nakonec byl gelový obraz analyzován k identifikaci proteinových pásů v drahách; tato analýza byla provedena v ImageJ (USNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USA). K získání kalibrační křivky, ze které byla odhadnuta MW, byly použity standardní markery. Stručně řečeno, prvním krokem bylo stanovení délky migrace (Rf) každého pásu z horní části separačního gelu. Druhým krokem byl výpočet kalibrační křivky za použití Rf a log (MW) pro standardní marker s danou MW. Stanovení MW bylo provedeno pomocí Rf proteinových pásů v RPH.

3.7. Test cytotoxicity

Surové buňky 264.7 byly kultivovány v Dulbeccově modifikovaném Eagle médiu (DMEM) s vysokým obsahem glukózy obsahujícím 10 procent fetálního bovinního séra (FBS), 4,5 g/l glukózy, 1 procento antibiotického roztoku (10}0 jednotek/ ml penicilinu a 100 ug/ml streptomycinu), 4 mM L-glutaminu a 1,5 g/l hydrogenuhličitanu sodného při 37 °C a 5 procentech CO2. Buněčná toxicita surových buněk 264.7 pro RPHs byla měřena testovací metodou proliferace 3-(4,{19}}dimethylthiazol-2-yl)-2},5-difenyltetrazoliumbromidu (MTT) . Asi 1 × 104 buněk na jamku bylo naneseno na 96-jamkové destičky. Po 24 hodinách byly do buněk přidány různé koncentrace RPH (0–2000 µg/ml). Po 24 a 48 hodinách inkubace bylo přidáno 100 ul roztoku MTT (0,5 mg/ml). Při kontrole pod mikroskopem byly pozorovány modré formazanové krystaly. DMEM bylo odstraněno a na jamku bylo přidáno 100 ul dimethylsulfoxidu (DMSO). Absorbance byla měřena pomocí čtečky mikrotitračních destiček. Životaschopnost buněk ( procenta ) byla poté vypočtena jako [A570 (ošetřené buňky) - A570 (pozadí)] / [A570 (neléčené buňky) - A570 (pozadí)] × 100 procent [70].

3.8. Statistická analýza

Zpráva pro každý vzorek hydrolyzátu byla průměrná hodnota ze tří nezávislých opakovaných experimentů a stanovení. Výsledky vyjádřené jako průměr ± standardní odchylka (SD) byly analyzovány jednocestnou ANOVA a Duncanovým post hoc testem pomocí StatisticalAnalysis System (verze 20.0; SPSS, Armonk, NY, USA). Hodnoty p < 0,05="" byly="" považovány="" za="" statistickou="">

4. závěr

Tato studie zkoumala funkce RPH. Experimentální výsledky odhalily, že RPH obsahovaly fenolické sloučeniny a flavonoidy a vykazovaly řadu antioxidačních aktivit, jako jsou vychytávací aktivity DPPH a ABTS, redukční kapacita a ORAC. Navíc RPH účinně inhibovalytyrosinázaa hyaluronidázové aktivity. Proteáza byla kritickým faktorem ovlivňujícím MW vzorce RPH. Analýza RPH naznačuje jejich potenciál pro použití jako přísady v kosmetice.

cistanche kulturistika

Reference

1. Ichihashi, M.; Ando, ​​H.; Yoshida, M.; Niki, Y.; Matsui, M. Fotostárnutí kůže. Anti-Aging Med. 2009, 6, 46–59. [CrossRef]

2. Kim, J.-S.; Kim, D.; Kim, H.-J.; Jang, A. Ochranný účinek hydrolyzátů želatiny z oslí kůže na UVB-indukované fotostárnutí fibroblastů lidské kůže. Proces. Biochem. 2018, 67, 118–126. [CrossRef]

3. Carocho, M.; Ferreira, IC Přehled antioxidantů, prooxidantů a související kontroverze: Přírodní a syntetické sloučeniny, screeningové a analytické metodologie a budoucí perspektivy. Food Chem. Toxicol. 2013, 51, 15–25. [CrossRef]

4. Guo, X.; Zhang, J.; Smět.; Tian, ​​S. Optimalizace omezené hydrolýzy proteinů ve zbytku rýže a charakterizace funkčních vlastností produktů. J. Food Proc. Zachovat. 2013, 37, 245–253. [CrossRef]

5. Park, H.-Y.; Lee, K.-W.; Choi, H.-D. Složky rýžových otrub: Imunomodulační a terapeutické aktivity. Funkce jídla. 2017, 8 935–943. [CrossRef] [PubMed]

6. Zhou, K.; Canning, C.; Sun, S. Účinky hydrolyzátů rýžových proteinů připravených mikrobiálními proteázami a ultrafiltrací na volné radikály a oxidaci lipidů v mase. LWT 2013, 50, 331–335. [CrossRef]

7. Piu', LD; Tassoni, A.; Serrazanetti, DI; Ferri, M.; Babini, E.; Tagliazucchi, D.; Gianotti, A. Využití kapalného vedlejšího produktu škrobového průmyslu k výrobě bioaktivních peptidů z bílkovin hydrolyzovaných rýží. Food Chem. 2014, 155, 199–206. [CrossRef]

8. Ferri, M.; Graen-Heedfeld, J.; Bretz, K.; Guillon, F.; Michelini, E.; Calabretta, MM; Lamborghini, M.; Gruarin, N.; Roda, A.;Kraft, A.; a kol. Peptidové frakce získané z vedlejších produktů rýže pomocí procesu šetrného k životnímu prostředí ukazují biologické aktivity související se zdravím VitroHealth. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [CrossRef]

9. Wen, C.; Zhang, J.; Zhang, H.; Duan, Y.; Ma, H. Antioxidační peptidy odvozené z rostlinných proteinů: Izolace, identifikace, mechanismus účinku a aplikace v potravinových systémech: Přehled. Trends Food Sci. Technol. 2020, 105, 308–322. [CrossRef]

10. Phelan, M.; Aherne, A.; FitzGerald, RJ; O'Brien, NM Bioaktivní peptidy odvozené od kaseinu: Biologické účinky, průmyslové použití, bezpečnostní aspekty a regulační status. Int. Mlékárna J. 2009, 19, 643–654. [CrossRef]

11. Udenigwe, CC; Aluko, RE Food Bioaktivní peptidy odvozené od bílkovin: Výroba, zpracování a potenciální přínosy pro zdraví. J. Food Sci. 2012, 77, 11–24. [CrossRef] [PubMed]

12. Fardet, A.; Rock, E. In vitro a in vivo antioxidační potenciál mlék, jogurtů, fermentovaných mlék a sýrů: narativní přehled důkazů. Nutr. Res. Rev. 2018, 31, 52–70. [CrossRef]

13. Leach, JB; Kathryn, AB; Charles, WPJ; Christine, ES Fotozesíťované hydrogely kyseliny hyaluronové: Přírodní, biologicky odbouratelné skelety tkáňového inženýrství. Biotechnol. Bioeng. 2003, 82, 578–589. [CrossRef]

14. Jegasothy, SM; Zabolotniaia, V.; Bielfeldt, S. Účinnost nové aktuální nano-hyaluronové kyseliny u lidí. J. Clin. Aesthet.Dermatol. 2014, 7, 27–29.

15. Ndlovu, G.; Fouche, G.; Tselanyane, M.; Cordier, W.; Steenkamp, ​​V. In vitro stanovení anti-aging potenciálu čtyř jihoafrických léčivých rostlin. Doplněk BMC. Alternativní. Med. 2013, 13, 304. [CrossRef]

16. Jiratchayamaetasakul, C.; Ding, Y.; Hwang, O.; Im, S.-T.; Jang, Y.; Myung, S.-W.; Lee, JM; Kim, H.-S.; Ko, S.-C.; Lee, S.-H. In vitro screening inhibičních a antioxidačních aktivit elastázy, kolagenázy, hyaluronidázy a tyrosinázy u 22 extraktů z halofytních rostlin pro nová kosmeceutika. Ryba. Aquat. Sci. 2020, 23, 1–9. [CrossRef]

17. Kang, M.; Park, S.-H.; Oh, SW; Lee, SE; Yoo, JA; Nho, YH; Lee, S.; Han, BS; Cho, JY; Lee, J. Antimelanogenní účinky resorcinolu jsou zprostředkovány supresí signalizace cAMP a aktivací signalizace p38 MAPK. Biosci. Biotechnol. Biochem.2018, 82, 1188–1196. [CrossRef]

18. Chatatikun, M.; Yamauchi, T.; Yamasaki, K.; Aiba, S.; Chiabchalard, A. Antimelanogenní účinek listů Croton roxburghii a Crotonsublyratus v buňkách B16F10 stimulovaných -MSH. J. Tradit. Doplněk. Med. 2019, 9, 66–72. [CrossRef] [PubMed]

19. Rizzello, CG; Nionelli, L.; Coda, R.; Gobbetti, M. Syntéza rakovinného preventivního peptidu lunasinu bakteriemi mléčného kvašení během kvasné fermentace. Nutr. Rak 2012, 64, 111–120. [CrossRef] [PubMed]

20. Rizzello, CG; Tagliazucchi, D.; Babini, E.; Rutella, GS; Saa, DLT; Gianotti, A. Bioaktivní peptidy z rostlinných potravinových matric: Trendy výzkumu a nové biotechnologie pro syntézu a obnovu. J. Funct. Potraviny 2016, 27, 549–569. [CrossRef]

21. Coscueta, ER; Campos, DA; Osório, H.; Nerli, BB; Pintado, M. Enzymatická hydrolýza sójového proteinu: Nástroj pro výrobu biofunkčních potravinářských přísad. Food Chem. X 2019, 1, 100006. [CrossRef]

22. Aydemir, LY; Yemenicioglu, A. Jsou fenolické antioxidanty vázané na proteiny v luštěninách neviditelnou součástí ledovce? J. Plant. Biochem.Physiol. 2013, 1, 1–3. [CrossRef]

23. Huang, SH; Ng, LT Kvantifikace obsahu polyfenolů a bioaktivních složek některých komerčních odrůd rýže na Tchaj-wanu. J. Food Compos. Anální. 2012, 26, 122–127. [CrossRef]

24. Yoshitomi, K.; Taniguchi, S.; Tanaka, K.; Uji, Y.; Akimitsu, K.; Gomi, K. Rýžová terpensyntáza 24 (OsTPS24) kóduje monoterpensyntázu reagující na jasmonát, která produkuje antibakteriální terpinen proti patogenu rýže. J. Plant. Physiol. 2016, 191,120–126. [CrossRef]

25. Kamolsukyeunyong, W.; Sukhaket, W.; Pitija, K.; Thorngkham, P.; Mahatheeranont, S.; Toojinda, T.; Vanavichit, A. RiceSesquiterpene hraje důležitou roli v antixenóze proti hnědému planthopperovi v rýži. Rostliny 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Liu, Y.; Wang, Z.; Li, H.; Liang, M.; Yang, L. In vitro antioxidační aktivita rýžového proteinu ovlivněná alkalickým stupněm a trávením gastrointestinální proteázou. J. Sci. Food Agric. 2016, 96, 4940–4950. [CrossRef] [PubMed]

27. Phongthai, S.; D'Amico, S.; Schoenlechner, R.; Homthawornchoo, W.; Rawdkuen, S. Frakcionace a antioxidační vlastnosti proteinových hydrolyzátů rýžových otrub stimulované in vitro gastrointestinálním trávením. Food Chem. 2018, 240, 156–164. [CrossRef][PubMed]

28. Huang, S.-L.; Wang, W.-H.; Zhong, X.-Y.; Lin, C.-T.; Lin, W.-S.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioxidační vlastnosti Jatropha curcas L. Extrakty ze skořápek a jader semen. Appl. Sci. 2020, 10, 3279. [CrossRef]

29. Lin, Y.-S.; Lin, W.-S.; Tung, J.-W.; Cheng, Y.-C.; Chang, M.-Y.; Chen, C.-Y.; Huang, S.-L. Antioxidační kapacita semen plodů jujuby a dužiny kůry. Appl. Sci. 2020, 10, 6007. [CrossRef]

30. Shahi, Z.; Sayyed-Alangi, SZ; Najafian, L. Účinky typu enzymu a doby procesu na stupeň hydrolýzy, elektroforézní pásy a antioxidační vlastnosti hydrolyzovaných proteinů odvozených z odtučněného Bunium persicum Bioss. tiskový dort. Heliyon 2020, 6, e03365. [CrossRef] [PubMed]

31. Xie, H.; Huang, J.; Woo, MW; Hu, J.; Xiong, H.; Zhao, Q. Vliv deaktivace enzymů za studena a za tepla na strukturní a funkční vlastnosti proteinových hydrolyzátů rýže. Food Chem. 2021, 345, 128784. [CrossRef]

32. Rani, S.; Pooja, K.; Pal, GK Průzkum hydrolyzátů a peptidů rýžových proteinů se zvláštním ohledem na antioxidační potenciál: Počítačové přístupy pro stanovení biologické aktivity. Trends Food Sci. Technol. 2018, 80, 61–70. [CrossRef]

33. Bisby, RH; Brooke, R.; Navaratnam, S. Vliv antioxidačního oxidačního potenciálu v testu absorpční kapacity kyslíkových radikálů (ORAC). Food Chem. 2008, 108, 1002–1007. [CrossRef]

34. Eliáš, RJ; Kellerby, SS; Decker, E. Antioxidační aktivita proteinů a peptidů. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2008, 48, 430–441.[CrossRef] [PubMed]

35. Mine, Y.; Li-Chan, E.; Jiang, B. (Eds.) Bioaktivní proteiny a peptidy jako funkční potraviny a nutraceutika; Wiley-Blackwell: Hoboken, NJ, USA, 2010; s. 29–42.

36. Adebiyi, AP; Adebiyi, AO; Yamashita, J.; Ogawa, T.; Muramoto, K. Purifikace a charakterizace antioxidačních peptidů získaných z proteinových hydrolyzátů rýžových otrub. Eur. Food Res. Technol. 2008, 228, 553–563. [CrossRef]

37. Thamnarathip, P.; Jangchud, K.; Nitisinprasert, S.; Vardhanabhuti, B. Identifikace molekulové hmotnosti peptidu z hydrolyzátu rýžových otrub s vysokou antioxidační aktivitou. J. Cereal Sci. 2016, 69, 329–335. [CrossRef]

38. Tacias-Pascacio, VG; Morellon-Sterling, R.; Siar, E.-H.; Tavano, O.; Berenguer-Murcia, Á.; Fernandez-Lafuente, R. Použití Alcalaseinu k produkci bioaktivních peptidů: Přehled. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2143–2196. [CrossRef] [PubMed]

39. Sarringkarin, W.; Laokuldilok, T. Optimalizace podmínek výroby proteinového hydrolyzátu lepkavých rýžových otrub s antioxidačními vlastnostmi. CMU J. Nat. Sci. 2017, 16, 1–18. [CrossRef]

40. Zhang, Q.; Tong, X.; Qi, B.; Wang, Z.; Li, Y.; Sui, X.; Jiang, L. Změny antioxidační aktivity hydrolyzátu sojových bobů hydrolyzovaného Alcalase při simulovaném gastrointestinálním trávení a transepiteliálním transportu. J. Funct. Potraviny 2018, 42, 298–305. [CrossRef]

41. Tu, PTB; Tawata, S. Antioxidační, anti-aging a anti-melanogenní vlastnosti esenciálních olejů ze dvou odrůd Alpinia zerumbet. Molekuly 2015, 20, 16723–16740. [CrossRef]

42. Nishida, Y.; Sugahara, S.; Wada, K.; Toyohisa, D.; Tanaka, T.; Ono, M.; Yasuda, S. Inhibiční účinky ethylacetátového extraktu z cibule Scilla scilloides na aktivity lipoxygenázy a hyaluronidázy. Pharm. Biol. 2014, 52, 1351–1357. [CrossRef]

43. Chen, H.-J.; Dai, F.-J.; Fan, S.-L.; Huang, Y.-C.; Chau, C.-F.; Lin, Y.-S.; Chen, C.-S. Kinetika inhibice hyaluronidázy hydrolyzátem rýžového proteinu (Oryza sativa L.). Appl. Sci. 2020, 10, 9087. [CrossRef]

44. Girish, K.; Kemparaju, K. Kouzelné lepidlo hyaluronan a jeho vymazávací hyaluronidáza: biologický přehled. Life Sci. 2007, 80,1921–1943. [CrossRef] [PubMed]

45. Zolghadri, S.; Bahrami, A.; Khan, MTH; Munoz-Munoz, J.; Garcia-Molina, F.; Garcia-Canovas, F.; Saboury, AA Komplexní přehled inhibitorů tyrosinázy. J. Enzym. Inhib. Med. Chem. 2019, 34, 279–309. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seo, EJ; Hong, ES; Choi, MH; Kim, KS; Lee, SJ Antioxidační a bělící účinky výtažků z Rhamnus yoshinoi. korejskýJ. Food Sci. Technol. 2010, 42, 750–754.

47. Ochiai, A.; Tanaka, S.; Tanaka, T.; Taniguchi, M. Protein z rýžových otrub jako silný zdroj antimelanogenních peptidů s inhibiční aktivitou tyrosinázy. J. Nat. Prod. 2016, 79, 2545–2551. [CrossRef] [PubMed]

48. Kubglomsong, S.; Theerakulkait, C.; Reed, RL; Yang, L.; Maier, CS; Stevens, JF Izolace a identifikace tyrosinázových inhibitorů a peptidů chelatujících měď z hydrolyzovaného albuminu získaného z rýžových otrub. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 8346–8354.[CrossRef]

49. Schurink, M.; van Berkel, WJ; Wichers, H.; Boeriu, CG Nové peptidy s inhibiční aktivitou tyrosinázy. Peptidy 2007, 28,485-495. [CrossRef]

50. Ishikawa, M.; Kawase, I.; Ishii, F. Kombinace aminokyselin snižuje pigmentaci v buňkách melanomu B16F0. Biol. Pharm.Bull. 2007, 30, 677–681. [CrossRef] [PubMed]

51. Zhang, R.; Wei, Y.; Li, M.; Cai, M.; Gu, R.; Smět.; Chen, L.; Wang, J. Melanogenezní účinky hydrolyzátu rýžového proteinu a jeho charakteristických peptidů Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys a pyroGlu-Lys na buňky lidských epidermálních melanocytů indukované UVB. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [CrossRef]

52. Wang, Y.; Cai, D.; On, M.; Wang, Z.; Qin, P.; Tan, T. Otevřená fermentační výroba kyseliny l-mléčné pomocí bílých rýžových otrub simultánní zcukernatěním a fermentací. Bioresour. Technol. 2015, 198, 664–672. [CrossRef] [PubMed]

53. Pan, M.; Jiang, TS; Pan, JL Antioxidační aktivity hydrolyzátů řepkového proteinu. Bioproces potravin. Technol. 2009, 4, 1144–1152.[CrossRef]

54. Chen, HM; Muramoto, K.; Yamauchi, F.; Nokihara, K. Antioxidační aktivita navržených peptidů založených na antioxidačním peptidu izolovaném z digestů sójového proteinu. J. Agric. Food Chem. 1996, 44, 2619–2623. [CrossRef]

55. Liu, Q.; Kong, B.; Xiong, YL; Xia, X. Antioxidační aktivita a funkční vlastnosti hydrolyzátu prasečího plazmatického proteinu ovlivněné stupněm hydrolýzy. Food Chem. 2010, 118, 403–410. [CrossRef]

56. Lemes, A.; Sala, L.; Rudy, JDC; Braga, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF Přehled nejnovějších pokroků v šifrovaných bioaktivních peptidech z odpadu bohatého na bílkoviny. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Wang, J.-S.; Zhao, M.-M.; Zhao, Q.-Z.; Jiang, Y.-M. Antioxidační vlastnosti papainových hydrolyzátů pšeničného lepku v různých oxidačních systémech. Food Chem. 2007, 101, 1658–1663. [CrossRef]

58. Gao, M.-T.; Kaneko, M.; Hirata, M.; Toorisaka, E.; Hano, T. Využití rýžových otrub jako zdroje živin pro fermentační produkci kyseliny mléčné. Bioresour. Technol. 2008, 99, 3659–3664. [CrossRef] [PubMed]

59. Huang, WY; Lin, YR; Ho, RF; Liu, HY; Lin, YS Účinky vodních roztoků na extrakci lístků zeleného čaje. Sci. World J. 2013, 2013, 368350. [CrossRef]

60. Wathoni, N.; Shan, CY; Shan, WY; Rostinawati, T.; Indradi, RB; Pratiwi, R.; Muchtaridi, M. Charakterizace a antioxidační aktivita pektinu z kůry indonéského mangostanu (Garcinia mangostana L.). Heliyon 2019, 5, e02299. [CrossRef]

61. Tsai, C.-C.; Chan, C.-F.; Huang, W.-Y.; Lin, J.-S.; Chan, P.; Liu, H.-Y.; Lin, Y.-S. Aplikace supernatantu Lactobacillus rhamnosus SpentCulture v kosmetické antioxidaci, bělení a aplikacích zadržování vlhkosti. Molekuly 2013, 18, 14161–14171.[CrossRef]

62. Huang, W.-Y.; Lee, P.-C.; Hsu, J.-C.; Lin, Y.-R.; Chen, H.-J.; Lin, Y.-S. Účinky kvality vody na rozpouštění extraktů Yerba Mate. Sci. Svět J. 2014, 2014, 1.–6. [CrossRef] [PubMed]

63. Chan, C.-F.; Wu, C.-T.; Huang, W.-Y.; Lin, W.-S.; Wu, H.-W.; Huang, T.-K.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioxidace a melanogeneze inhibice různých extraktů Dendrobium tosaense. Molekuly 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed]64. Wu, C.-T.; Agrawal, DC; Huang, W.-Y.; Hsu, H.-C.; Yang, S.-J.; Huang, S.-L.; Lin, Y.-S. Analýza funkčnosti použitých extraktů mleté ​​kávy získaných hydrotermální metodou. J. Chem. 2019, 2019, 1.–8. [CrossRef]

65. Dorta, E.; Rodríguez-Rodríguez, EM; Jiménez-Quezada, A.; Fuentes-Lemus, E.; Speisky, H.; Lissi, E.; López-Alarcón, C. Použití testu Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC) k předpovědi kapacity vedlejších produktů manga (Mangifera indica L.) k inhibici oxidace masných bílkovin. Food Anal. Metody 2016, 10, 330–338. [CrossRef]

66. Lin, Y.-S.; Chen, H.-J.; Huang, J.-P.; Lee, P.-C.; Tsai, C.-R.; Hsu, T.-F.; Huang, W.-Y. Kinetika inhibiční aktivity tyrosinázy pomocí extraktů z listů Vitis vinifera. BioMed Res. Int. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Bidlingmeyer, BA; Cohen, SA; Tarvin, TL Rychlá analýza aminokyselin pomocí předkolonové derivatizace. J. Chromatogr. BBiomed. Sci. Appl. 1984, 336, 93–104. [CrossRef]

68. Asai, TT; Oikawa, F.; Yoshikawa, K.; Inoue, N.; Sato, K. Kolagenové peptidy získané z potravin, prolyl-hydroxyprolin (Pro-Hyp) a hydroxyprolyl-glycin (Hyp-Gly) zvyšují růst fibroblastů z primární kultivace myší kůže pomocí fetálního bovinního séra bez hydroxyprolylového peptidu. Int. J. Mol. Sci. 2019, 21, 229. [CrossRef]

69. Schägger, H. Tricine–SDS–PAGE. Nat. Protoc. 2006, 1, 16–22. [CrossRef]

70. Diao, J.; Chi, Z.; Guo, Z.; Zhang, L. Hydrolyzát proteinu z fazolí mungo moduluje imunitní odpověď prostřednictvím NF-kB dráhy inlipopolysacharidem stimulovaných makrofágů RAW 264.7. J. Food Sci. 2019, 84, 2652–2657.[CrossRef]